ФУНКЦІОНАЛЬНИЙ СТАН НИРОК ПРИ ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНОМУ АУТОІМУННОМУ НЕФРИТІ ХЕЙМАНА НА ТЛІ ВВЕДЕННЯ КРІОЕКСТРАКТІВ ПЛАЦЕНТИ ТА СЕЛЕЗІНКИ, А ТАКОЖ КОНДИЦІОНОВАНОГО СЕРЕДОВИЩА МЕЗЕНХІМАЛЬНИХ СТОВБУРОВИХ КЛІТИН
DOI:
https://doi.org/10.32689/2663-0672-2024-2-2Ключові слова:
аутоімунний нефрит Хеймана, кріоекстракт плаценти, мезенхімальні стовбурові клітини, швидкість клубочкової фільтрації, креатинінАнотація
Актуальність теми дослідження. Серед усіх аутоімунних гломерулонефритів (ГН) ідіопатична мембранозна нефропатія (МН) є основною причиною розвитку хронічної хвороби нирок. Ідіопатична МН – це первинний мемранозний ГН, що характеризується пошкодженням подоцитів, опосередкованим антитілами проти антигенів подоцитів, що депонуються під гломерулярними вісцеральними епітеліальними клітинами для активації комплементу. Нашу увагу у якості інноваційних біотехнологічних препаратів для лікування МН, привернули безклітинні кріоконсервовані біологічні засоби (БКБЗ) – кріоконсервовані екстракти біологічних тканин, зокрема кріоекстракт селезінки (як імунокомпетентного органа) та кріоекстракт плаценти (як ключового регулятора внутрішньоутробного розвитку плоду). Не меншої уваги вартують продукти культивування клітин – так звані кондиціоновані середовища (КС), зокрема КС, отримані з мезенхімальних стромальних клітин (КС-МСК). Попередні дослідження продемонстрували переконливі докази виразної імуномоделюючої активності за інших аутоімунних захворювань, зокрема при аутоімунному артриті та алергічному енцефаломієліті та ін., у кріоекстракту плаценти (КЕП), кріоекстракту селезінки (КЕС) та КС-МСК. Мета роботи – охарактеризувати вплив КЕП, КЕС та КС-МСК на функціональний стан нирок при експериментальному аутоімунному нефриті Хеймана. Матеріали та методи дослідження. Дослідження ефективності БКБЗ при аутоімунному нефриті Хеймана (АІН) проведені на 42 шурах-самцях. АІН відтворювали за методикою Heymann W.R. та співав. (1965 р.) в модифікації Віхерта А.М. (1973 р.). На 70 день експерименту проводили оцінку функціонального стану нирок за умов спонтанного діурезу, після чого тварин виводили з експерименту та відбирали зразки крові. Вміст сечовини в крові визначали спектрофотометрично за реакцією аміаку з 2-оксоглутаратом за участю глутаматгідрогенази. Вміст креатиніну в крові визначали спектрофотометрично за реакцією пікратів з креатиніном. Швидкість клубочкової фільтрації (ШКФ) розраховували за методикою Besseling P.J. та співав. (2021 р.). Результати та їх обговорення. Встановлено, що на 70 день експерименту у щурів а АІН відмічалось статистично вірогідне (р˂0,001) зниження об’єму добового діурезу на 47,2% відносно показників інтактних щурів, що становило 3,7±0,2 мл/добу. Біохімічні дослідження крові показали, що на тлі зниження добового діурезу у щурів з АІН відмічено статистично вірогідне (р˂0,001) зростання концентрації креатиніну на 111,3% та сечовини на 233,3% відносно показників інтактних щурів. На тлі застосування КЕП відмічалось зниження концентрації креатиніну в крові (р=0,01) на 16,8%. Застосування КЕС у щурів з АІН чинило співставні за виразністю з канефроном нефропротекторні властивості, на що вказувало статистично вірогідне (р=0,002) зростання ШКФ на 64,3% (551±43 мкл/хв) відносно показників щурів групи контролю. Найвиразніше відновлення функціонального стану нирок щурів встановлено на тлі застосування КС-МСК. Висновки. Дослідження показало, що досліджувані БКБЗ володіють нефропротекторною активністю на моделі нефриту Хеймана у щурів на що вказувало відновлення функціональної активності нирок, що підтверджувалось зростання ШКФ та зниженням концентрації креатиніну та сечовини у крові щурів з АІН. За виразністю нефропротекторного ефекту (за показниками ШКФ) досліджувані БКБЗ можна розташувати у наступній послідовності: КС-МСК (ШКФ: 856±59 мл/хв)˃ КЕС (ШКФ: 551±43 мх/хв) ˃ КЕП (ШКФ: 504±19 мл/хв).
Посилання
Akiyama S., Imai E., Maruyama S. Immunology of membranous nephropathy. F1000Res. 2019. № 8. Rev-734. DOI: https://doi.org/10.12688/f1000research.17589.1
Anders H. J., Kitching A. R., Leung N., Romagnani P. Glomerulonephritis: immunopathogenesis and immunotherapy. Nature Reviews Immunology. 2023. № 23 (7). Р. 453–471. DOI: https://doi.org/10.1038/s41577-022-00816-y
Becker G. J., Hewitson T. D. Animal models of chronic kidney disease: useful but not perfect. Nephrology Dialysis Transplantation. 2013. № 28 (10). Р. 2432–2438. DOI: https://doi.org/10.1093/ndt/gft071
Bespalova I. G. Peptide composition and biological action of extracts of cryopreserved pig spleen fragments and piglet skin. Dissertation. Kharkiv, 2016. 162 p. Access: https://nrat.ukrintei.ua/searchdoc/0416U004539/
Besseling P. J., Pieters T. T., Nguyen I.T.N., de Bree P. M., Willekes N., Dijk A. H., Bovee D. M., Hoorn E. J., Rookmaaker M. B., Gerritsen K. G., Verhaar M. C., Gremmels H., Joles J. A. A plasma creatinine- and urea-based equation to estimate glomerular filtration rate in rats. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 2021. № 320 (3). Р. 518–524. DOI: https://doi.org/10.1152/ajprenal.00656.2020
Borisov S. O., Kolosov O. M., Kostev F. I., Borisov O. V. Study of the functional state of the kidneys of rats with acute pyelonephritis on the background of diabetes under the conditions of drug exposure in the experiment. Health of Man. 2020. № 72 (1). Р. 80–83. DOI: https://doi.org/10.30841/2307-5090.1.2020.205494
Cremoni M., Brglez V., Perez S., Decoupigny F., Zorzi K., Andreani M., Gérard A., Boyer-Suavet S., Ruetsch C., Benzaken S., Esnault V., Seitz-Polski B. Th17-immune response in patients with membranous nephropathy is associated with thrombosis and relapses. Frontiers in Immunology. 2020. № 11. 574997. DOI: https://doi.org/10.3389/fimmu.2020.574997
Cybulsky A. V., Quigg R. J., Salant D. J. Experimental membranous nephropathy redux. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 2005. № 289 (4). Р. 660–671. DOI: https://doi.org/10.1152/ajprenal.00437.2004
Dantas M., Silva L.B.B., Pontes B.T.M., Dos Reis M. A., de Lima P.S.N., Moysés Neto M. Membranous nephropathy. Brazilian Journal of Nephrology. 2023. № 45 (2). Р. 229–243. DOI: https://doi.org/10.1590/2175-8239-JBN-2023-0046en
Deepthi R., Suhasin G. A review on animal models of chronic kidney disease – an update. Biomedical and Pharmacology Journal. 2023. № 16 (3). Р. 1319–1327. DOI: https://dx.doi.org/10.13005/bpj/2711
Francis J. M., Beck L. H. Jr., Salant D. J. Membranous nephropathy: a journey from bench to bedside. American Journal of Kidney Diseases. 2016. № 68 (1). Р. 138–147. DOI: https://doi.org/10.1053/j.ajkd.2016.01.030
Freund J. Some aspects of active immunization. Annual Review of Microbiology. 1947. № 1. Р. 291–308. https://doi.org/10.1146/annurev.mi.01.100147.001451
Globa V. Yu. Use of cryopreserved cell cultures and neurotrophic factors in experimental infravesical obstruction. Dissertation. Kharkiv, 2021. 156 p. Access: https://nrat.ukrintei.ua/searchdoc/0821U100913/
Golubinskaya P. A., Sarycheva M. V., Dolzhikov A. A., Bondarev V. P., Stefanova M. S., Soldatov V. O., Nadezhdin S. V., Korokin M. V., et al. Application of multipotent mesenchymal stem cell secretome in the treatment of adjuvant arthritis and contact-allergic dermatitis in animal models. Pharmacy & Pharmacology. 2020. № 8 (6). Р. 416–425. DOI: https://doi.org/10.19163/2307-9266-2020-8-6-416-425
Guo Q., Wu S., Xu C., Wang J., Chen J. Global Disease Burden from acute glomerulonephritis 1990–2019. Kidney International Reports. 2021. № 6 (8) Р. 2212–2217. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ekir.2021.04.038
Heymann W., Kmetec E. P., Wilson S. G., Hunter J. L., Hackel D. B., Okuda R., Cuppage F. Experimental autoimmune renal disease in rats. Annals of the New York Academy of Sciences. 1965. № 124 (1). Р. 310–322. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1749-6632.1965.tb18966.x
Hladkykh F. V. Anti-inflammatory properties of diclofenac sodium on background of its combined use with cryopreserved placenta extract in experiment. Problems of Cryobiology and Cryomedicine. 2021. № 31 (4). Р. 364–367. DOI: https://doi.org/10.15407/cryo31.04.364
Hladkykh F. V. Evaluation of tentative and research activity in rats with experimental allergic encephalomyelitis against the administration of cell-free cryopreserved biological agents. Psychiatry, Neurology and Medical Psychology. 2024. № 11 (2(24)). Р. 124–137. DOI: https://doi.org/10.26565/2312-5675-2024-24-02
Hladkykh F. V. Nonsteroidal anti-inflammatory drugs: therapeutic and undesirable effects, ways of their optimization. Vinnytsia, 2022. 216 p. DOI: https://doi.org/10.46879/2022.1
Hladkykh F. V., Chyzh M. O., Manchenko A. O., Belochkіna I. V., Mikhailova I. P. Effect of cryopreserved placenta extract on some biochemical indices of therapeutic efficiency and toxicity of diclofenac sodium in adjuvant-induced experimental arthritis. Pharmacy & Pharmacology. 2021. № 9 (4). Р. 278–93. DOI: https://doi.org/10.19163/2307-9266-2021-9-4-278-293
Jaffe M. Concerning both the precipitation caused in normal urine by picric acid and a new reaction with creatinine. Zeitschrift Fuer Physiologische Chemie. 1886. № 10. Р. 391–400.
Jefferson J. A., Pippin J. W., Shankland S. J. Experimental models of membranous nephropathy. Drug Discovery Today: Disease Models. 2010. № 7 (1–2). Р. 27–33. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ddmod.2010.11.001
Kamyshnikov V. S. Handbook of clinical and biochemical research and laboratory diagnostics. MEDpress-inform; 2009. 896 p.
Kovalcikova A., Jansakova K., Gyuraszova M., Podracka L., Sebekova K., Celec P, Tothova L. Salivary creatinine and urea are higher in an experimental model of acute but not chronic renal disease. PLoS One. 2018. № 13 (7). e0200391. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0200391
Kuroki A., Iyoda M., Shibata T., Sugisaki T. Th2 cytokines increase and stimulate B cells to produce IgG4 in idiopathic membranous nephropathy. Kidney International. 2005. № 68 (1). Р. 302–310. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1523-1755.2005.00415.x
Li H., Wu H., Guo Q., Yu H., Xu Y., Yu J., Wang Z., Yi H. Myeloid-derived suppressor cells promote the progression of primary membranous nephropathy by enhancing Th17 response. Frontiers in Immunology. 2020. № 11. 1777. DOI: https://doi.org/10.3389/fimmu.2020.01777
Lv X., Wang J., Zhang L., Shao X., Lin Y., Liu H., Ma G., Li J., Zhou S., Yu P. Canagliflozin reverses Th1/Th2 imbalance and promotes podocyte autophagy in rats with membranous nephropathy. Frontiers in Immunology. 2022. № 13. 993869. DOI: https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.993869
Masutani K., Taniguchi M., Nakashima H., Yotsueda H., Kudoh Y., Tsuruya K., Tokumoto M., Fukuda K., Kanai H., Hirakata H., Iida M. Up-regulated interleukin-4 production by peripheral T-helper cells in idiopathic membranous nephropathy. Nephrology Dialysis Transplantation. 2004. № 19 (3). Р. 580–586. DOI: https://doi.org/10.1093/ndt/gfg572
Monatko K. V. Experimental study of the nephroprotective effect of freeze-dried watermelon powder. Dissertation. Kharkiv, 2014. 217 p. Access: https://nrat.ukrintei.ua/searchdoc/0414U004729/
Motavalli R., Etemadi J., Soltani-Zangbar M. S., Ardalan M. R., Kahroba H., Roshangar L., Nouri M., Aghebati-Maleki L., Khiavi F. M., Abediazar S., Mehdizadeh A., Hojjat-Farsangi M., Mahmoodpoor A., Kafil H. S., Zolfaghari M., Ahmadian Heris J., Yousefi M. Altered Th17/Treg ratio as a possible mechanism in pathogenesis of idiopathic membranous nephropathy. Cytokine. 2021. № 141. 155452. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cyto.2021.155452
Podpletnia O. A., Khomyak N. V., Sokolova K. V,. Kaidash S. P., Khomyak O. V. Phytotherapeutic drugs with nephroprotective activity (review). Medical perspectives. 2017. № 22 (17). Р. 10–7. DOI: https://doi.org/10.26641/2307-0404.2017.1.100866
Prokopyuk O. S. Placenta cryopreservation and determination of the mechanisms of its influence on the body of recipients of late ontogenesis (experimental study). Dissertation. Kharkiv, 2011. 351 p. Access: https://nrat.ukrintei.ua/searchdoc/0514U000218/
Qi Y. Y., Zhou X. J., Cheng F. J., Hou P., Ren Y. L., Wang S. X., Zhao M. H., Yang L., Martinez J., Zhang H. Increased autophagy is cytoprotective against podocyte injury induced by antibody and interferon-α in lupus nephritis. Annals of the Rheumatic Diseases. 2018. № 77 (12). Р. 1799–1809. DOI: https://doi.org/10.1136/annrheumdis-2018-213028
Repin M. V., Chyzh Yu. O., Marchenko L. M., Govorukha T. P., Brusentsov O. F. Effect of placenta cryoextract and blockade of the renin-angiotensin-aldosterone system on the development of renal failure in rats. Problems of cryobiology and cryomedicine. 2021. № 31 (3). P. 223–235. DOI: https://doi.org/10.15407/cryo31.03.22
Ronco P., Beck L., Debiec H., Fervenza F.C., Hou F.F., Jha V., Sethi S., Tong A., Vivarelli M., Wetzels J. Membranous nephropathy. Nature Reviews Disease Primers. 2021. № 7 (1). Р. 69. DOI: https://doi.org/10.1038/s41572-021-00303-z
Rosenzwajg M., Languille E., Debiec H., Hygino J., Dahan K., Simon T., Klatzmann D., Ronco P. B- and T-cell subpopulations in patients with severe idiopathic membranous nephropathy may predict an early response to rituximab. Kidney International. 2017. № 92 (1). Р. 227–237. DOI: https://doi.org/10.1016/j.kint.2017.01.012
Rybolovlev Yu. R., Rybolovlev R. S. Dosage of substances for mammals according to biological activity constants. Proceedings of the Academy of Sciences of the USSR. 1979. № 247 (6). Р. 1513–1516.
Salant D. J. Unmet challenges in membranous nephropathy. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 2019. № 28 (1). Р. 70–76. DOI: https://doi.org/10.1097/MNH.0000000000000459
Shebeko S. K. Experimental substantiation of the combined use of amino sugar derivatives and flavonoids in the therapy of chronic kidney disease. Dissertation. Kharkiv, 2017. 516 p. Access: https://nrat.ukrintei.ua/searchdoc/0521U100125/
Shebeko S. K., Chernykh V. V., Zupanets, K. O. Nephroprotective effect of the herbal composition BNO 2103 in rats with renal failure. Health of Man. 2021. № 4. Р. 48–56. DOI: https://doi.org/10.30841/2307-5090.4.2021.252396
Shepitko V. I. Structural and functional indicators of the cryopreserved liver and the effect of its transplantation on the morphofunctional state of a number of internal organs: dissertation. Dissertation. Kharkiv, 2004. 326 p. Access: https://nrat.ukrintei.ua/searchdoc/0504U000610/
Shtryhol S. Yu., Lisovyi V. M., Zupanets I. A., Shebeko S. K., Maslova N. F., Hozhenko A. I., Kharchenko D. S. Methods of experimental modeling of kidney damage for pharmacological research: methodical recommendations. Kharkiv, 2009. 48 p.
Sinico R. A., Mezzina N., Trezzi B., Ghiggeri G.M., Radice A. Immunology of membranous nephropathy: from animal models to humans. Clinical and Experimental Immunology. 2016. № 183 (2). Р. 157–165. DOI: https://doi.org/10.1111/cei.12729
Stefanov O. V., ed. Preclinical studies of medicinal products: methodical recommendations. Kyiv: Avicenna; 2001. 527 p.
Talke H, Schubert G. E. Enzymatic urea determination in the blood and serum in the Warburg optical test. Klinische Wochenschrift. 1965. № 41. Р. 174‒175.
Wang Y. M., Lee V.W.S., Wu H., Harris D.C.H., Alexander S. I. Heymann nephritis in Lewis rats. Current Protocols in Immunology. 2015. № 109. Р. 1–6. DOI: https://doi.org/10.1002/0471142735.im1529s109
Zahraa Mohammed-Ali, Rachel E. Carlisle, Samera Nademi, Jeffrey G. Dickhout, Chapter 16 – Animal Models of Kidney Disease. 2017. Р. 379–417. DOI: https://doi.org/10.1016/B978-0-12-809468-6.00016-4
Zar J.H. Biostatistical analysis (5 ed.). Prentice-Hall, Englewood. 2014; 960 р.
Zhao Q., Dai H., Liu X., Jiang H., Liu W., Feng Z., Zhang N., Gao Y., Dong Z., Zhou X., Du J., Zhang N., Rui H., Yuan L., Liu B. Helper T Cells in Idiopathic membranous nephropathy. Frontiers in Immunology. 2021. № 12. 665629. DOI: https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.665629
Zhou X. J., Klionsky D. J., Zhang H. Podocytes and autophagy: a potential therapeutic target in lupus nephritis. Autophagy. 2019. № 15 (5). Р. 908–912. DOI: https://doi.org/10.1080/15548627.2019.1580512
